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## Creator

[中西 淳](https://orcid.org/0000-0003-4457-6581)

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[散逸材料上での細胞挙動](https://mdr.nims.go.jp/datasets/ea6474a2-1359-4d11-af64-7387aa8b3f37)

## Fulltext

散逸材料上での細胞挙動Cellular Behaviors on Dissipative Materials国立研究開発法人物質・材料研究機構中西 淳要旨細胞は周囲の力学特性に応じて自らの運命や機能を変化させる．その中で，近年，細胞外マトリクスの“粘”弾性的な性質に対する細胞力覚に注目が集まっている．本稿では，粘性と弾性を独立に制御可能な高分子足場材料上での上皮細胞の接着・運動挙動と，水と二相分離する疎水性液体界面での間葉系幹細胞の接着・分化挙動についての我々の研究成果を例に粘性に由来するユニークな細胞挙動を紹介する．Cellular fate and functions are highly dependent on the mechanical properties of their surroundings. Recently, the cellular mechanosensing mechansims to “visco-”elastic nature of extracellular matrices become hot topics. In this article, I will introduce two examples from our recent studies in this direction. The first study investigates the adhesion and migration behaviors of epithelial cells on polymeric scaffolds whose elasticity and viscosity can be independently controlled. The second study utilizes adaptive fluid interfaces between water and water-immiscible hydrocarbons for culturing mesenchymal stem cell. These examples highlight unique cellular responses to viscous nature of matrices.キーワード粘弾性，メカノバイオロジー，細胞移動，幹細胞分化，界面Viscoelasticity, Mechanobiology, Cell Migration, Stem Cell Differentiation, Interface１．はじめに細胞の活性は，成長因子やサイトカインなど液性因子を介した生化学な相互作用に加え，血流・脈拍によるせん断や伸縮刺激などの外力による力学的調節を受けている ．それと同時に細胞自身も，エネルギーを消費して生み出す内力（収縮力）を利用して，周囲に力学作用を及ぼしている．間葉系幹細胞がハイドロゲルの弾性率に応じて，しかも実際の生体組織の硬さに呼応するように分化系統を変化させるというEnglerらの報告以来1)，細胞メカノバイオロジー研究への注目度が一気に高まった．正常細胞が軟らかい基質の上で生存できないこと，すなわち足場依存性という概念自体は古くより知られていたが，幹細胞が積極的に基質の力学特性を感知して，自身の運命決定に利用しているというこの報告は，細胞にそれを実現するための分子機序が存在することを意味するからである．実際にどのような分子や分子集合体，細胞内オルガネラなどがメカノセンサーとしてが力を感じ取っているのか？ 細胞が求める硬さの本質は何なのか？力学刺激と生化学刺激は補完しうるものなのか？などと興味は尽きない．これらを理解することは，メカノバイオロジーの知見に基づいた新しい再生医療技術や創薬・ドラッグデリバリーシステムの創出につながるものと期待が膨らむ．ただ，これまでの生物学は分子生物学が中心に進められてきたため，力の計測や操作を行う方法論は明らかに不足している．その点で材料科学では物質・材料における力の作用や伝達を取り扱うため，その知見をうまく利用すれば生命現象における力の役割を炙り出すための格好なツールとなり得る．事実，材料を基盤としたメカノバイオロジー研究の近年の進歩は著しい2)．さて，上述のEnglerの研究においてポリアクリルアミドゲルが使われたことにもよるが，細胞が感じるところの硬さについては，当初は基質の弾性率（ヤング率）の影響のみが注目されていた．電気泳動で古くから用いられるこの材料が生物学者に身近なもので，架橋度を変えることで容易にゲルの弾性率を変えられることも大きな要因であろう．一方で，実際の生体組織は粘弾性体であるため（図1A），力に対して弾性反発を起こすだけではなく（図1B），粘性に由来する力を散逸する力学応答を示す（図1C）．それ故，近年ではこの力を散逸する性質に対する細胞の振る舞いを追求する研究が活発になっている3)．直感的には，粘性を加味することは，ただ単に材料が少し軟らかくなるに過ぎないと感じてしまいそうだが，実際にはこの予想に反して，粘性的になる方が細胞がより接着しやすくなる（伸展しやすくなる）などの報告が相次いでいる4-6)．その背景にレオロジー的な考え方があり，すなわち細胞の収縮力の源であるアクチンレトログレードフローの荷重速度（周波数）に対する，足場材料の緩和時間とアクトミオシン間の時定数とのマッチングが重要で，Molecular Clutch Modelを使った理論的な説明も可能になってきている7)． このような粘弾性材料の材料設計戦略として，ハイドロゲルの架橋点を化学結合から物理・イオン結合あるいは動的共有結合を用いることで力を散逸する性質を付与する戦略が多く用いられている．これに対して我々は，液体を起点に“かたさ”や“とろみ”を付けるというアプローチでの材料開発と細胞力覚の探究を進めている．液体が本質的に持つ可変形性や操作性を利用すれば3Dプリンティングやマイクロ流体デバイスなど，固体やハイドロゲル材料にはない新たな応用展開も可能となるだろうと考えてのことである．ここでは，高分子液体材料を用いた上皮細胞の接着運動挙動ならびに水と二相分離する疎水性液体の界面を用いた幹細胞培養に関する二つの方向性の我々の研究成果を紹介する．2．高分子粘弾性表面における上皮細胞の接着・移動・集積化挙動細胞集団移動は，複数の細胞が一つにまとまって移動する運動形態で，形態形成や創傷治癒などの生理的な現象のみならず，がん細胞の浸潤・転移などの病態にも密接に関わっている．一般に上皮細胞は集団的に移動し，間葉系細胞は単独で移動すると理解されているが，両者は完全な二律背反の関係にあるわけではなく，上皮間葉転換（EMT）や間葉上皮転換（MET）を経て，その間を動的且つ連続的に遷移できるものである8)．詰まるところ，細胞間および細胞-細胞外基質（ECM）間の化学・力学的相互作用のバランスによって，細胞の集団的挙動が決定するものと理解されている9)．我々は先の研究で，基質上に固定化したリガンドの密度を低下させる（足場由来の生化学シグナルを弱める）だけで上皮細胞のEMTが誘導され，集団移動挙動が大きく変化することを確認している10, 11)．このような上皮細胞の高い環境感受性を踏まえれば，当然のように基質の粘性的性質に対しても同様の変化が予想される．そこで，まずは弾性的な性質と粘性的な性質をデカップリングできる材料を開発して，細胞の接着や移動，集積化挙動に対する粘性の効果を調べることにした12)．開発した材料は四分岐構造を有するカプロラクトン(CL)とD,L-乳酸(DLLA)からなる共重合体(P(CL-co-DLLA))である．この高分子液体にベンゾフェノンを混合して光架橋することで液体の粘弾性を高めるというコンセプトである（図2A, B）．この表面が細胞の足場となるため界面での力学特性が重要と考え，原子間力顕微鏡（AFM）を用いたナノインデンテーションと応力緩和によって基質の粘弾性評価した．スピンコートしたこの液体に近紫外光を照射すると，照射時間に応じて弾性率・緩和時間が増大していくとともに，P(CL-co-DLLA))の分子量によってその依存性が異なることが分かった．そのため複数の分子量の共重合体と光照射時間の組み合わせから，弾性と緩和時間を独立に制御可能なマトリクスを作成することができる（図2C）．橙色で示した(i)-(iv)においては，弾性率が一定で緩和時間のみが変化する状況となる．一方，図2C中の桃色（v, vi）と緑色（iv, vii）の領域においては，緩和時間が一定，弾性率が異なる状況が作り出される．実際にこの材料の表面をフィブロネクチンでコーティングした後に，代表的な上皮細胞株であるMDCK細胞の伸展面積を評価すると，前者については，閾値の緩和時間を越えた時のみ細胞が伸展したのに対して（図2D），後者については，一定の緩和時間以下だと弾性率に関わらず細胞は接着・伸展できず，一方で閾値以上になると弾性率依存的に伸展面積が増大していく様子が確認された（図2E）．このことは，MDCK細胞の接着挙動が大きく変化する（図2F,G）閾値付近で粘性・弾性を独立に制御できることを意味している． 次に，図2Cの橙色の組み合わせを利用して，一細胞の状態における移動挙動への緩和時間（粘性項）の影響を調べた．緩和時間が短い，粘性の低い（すなわち流動性が高い）基材においては，細胞は円形の形を維持したまま滑降する様に移動するのに対して（図3A），緩和時間を高めていくと，膜がラフリングしながら移動する様子が確認できるようになり（図3B），さらに緩和時間を高めると，間葉系的な伸展形状をとる様子が見られた（図3C）．この間の細胞の移動速度をグラフ化した結果を図3Dに示す．細胞の運動性は，中間の緩和時間で極小値をもつV字型の二相性の応答を示した．通常，細胞の運動性と基材の弾性率の関係を調べた場合は逆V字型の応答を示すので，それと反対の傾向を示すことは興味深い結果である．つづいて細胞の集団的な挙動に目を移すと，緩和時間が短い（粘性が低い）表面では，多くの細胞が単独で存在していたのに対して，緩和時間が中程度の表面でスフェロイド状の凝集塊を形成し，さらに緩和時間が増大（粘性が高い）すると，通常の培養皿と近似したやや間葉的になったコロニーを形成した．これらの細胞集団が形成される過程をタイムラプス観察で解析したところ，緩和時間が低い表面ではほとんど見られないラメリポディアが，緩和時間が中間程度の表面ではその形成が活発になる様子が確認できた．すなわち，緩和時間の増大（粘性の増大）に伴い，細胞自らが能動的に動けるようになることで，細胞凝集塊の形成が加速していることが明らかになった．このような細胞の集積化挙動の解析をより広範な弾性率・緩和時間に対して拡張すると図3Eのようになり，緩和時間が細胞の運動挙動と集積化の支配因子であることが明らかになった．一般に細胞スフェロイドの形成に用いられるHanging-drop法などでは，気液界面のように非常に流動性の高い表面がスフェロイドの形成を促進すると考えられてきたが，フィブロネクチンコートなどによって細胞接着性を付与した界面においては，ある程度流動性が低下した表面の方がスフェロイド形成が効率的になるというのは重要なメッセージである．さらに，EMT進行の指標となるE-cadherinとN-cadherinの遺伝子発現量に対する緩和時間の影響を調べたところ，このレンジにおいてE-cadherinの発現量は変化せず，N-cadherinの発現量のみが増大する様子が確認できた（図3F）13)．MDCK細胞においては，表面のRGD密度や幹細胞増殖因子の添加によるEMT誘導において，同様のN-cadherin選択的な発現変化が知られている14)．したがって，基質の粘性の効果もこれと同様のEMT変化を誘導していることを意味しているのであろう．3．液々界面における幹細胞の接着・分化挙動バイオマテリアル研究においては固体基材の表面へのタンパク質の吸着は馴染み深い現象であるが，液体（水）と気体あるいは液体同士（水と疎水性液体）の界面にもタンパク質は吸着する．いずれも表面／界面張力がその駆動力であるが，界面に吸着したタンパク質は構造変化（変性）して，粘弾性の吸着層を形成する15)．特に疎水性相にパーフルオロカーボンやシリコーンなどの細胞毒性が著しく低い液体を用いた場合はこの吸着層は強固なものとなり，その上に細胞が伸展・接着できると言うことも古く1960年代から知られていた（図4A）16)．ただ，冒頭で触れたEnglerの発見1)をはじめ，メカノバイオロジー研究の勃興よりもかなり以前の研究であったために，その吸着層の特性やそれらに対する細胞力覚機構については十分な研究がなされていなかった．それに加え，界面のタンパク質吸着層の力学特性をうまく調節できれば，ハイドロゲルと同様に幹細胞や前駆細胞などの分化誘導が制御できる可能性もあると我々は考えた．そこで下層液体を検討することでタンパク質薄膜の力学特性が調節可能か，そして細胞はそれらを力学的に感知するのかということを調べるところから研究をスタートした17)．最初に使用したパーフルオロカーボンは，パーフルオロデカリン（PFD）とパーフルオロトリブチルアミン（PFTBA）の2種類である．表面張力的には後者の方が若干高い．PFCの上に細胞培養液を積層し，界面に形成されたタンパク質薄膜を基板に転写してAFMによる形状解析を行ったところ，どちらも数nmほどの厚み（タンパク質1分子程度）のナノ薄膜で，PFTBA界面に形成されたものの方が約2倍の厚みを持つことが分かった（図4B）．次にタンパク質ナノ薄膜の弾性率をAFMで評価したところ，PFTBAの方が硬いことが分かった（図4C）．この表面に間葉系幹細胞（MSC）を接着させると，細胞は厚くて硬いタンパク質を形成するPFTBA界面でのみ良く伸展し（図4D），それに対応するように転写補因子YAPの核内移行が増大していた（図4E）．ここに細胞の牽引力に関わるミオシンやROCKなどの阻害剤を添加すると細胞の伸展度は低下した．以上より，細胞は界面に形成されたタンパク質ナノ薄膜（の硬さ）を，力を使って“見分け”ていることが分かった．同時に，我々が想定していた液々界面を使った幹細胞エンジニアリングの可能性がぐっと高まった訳でもある．そこでパーフルオロカーボン界面でMSCをより長期間培養して，その分化挙動について調べてみた18)．ここでは，我々の初期の研究19)でC2C12筋芽細胞が接着・分化することを確認していたpefluorooctane（PFO）を追加して検討を行った．増殖培地中で2週間培養したところ，PFO界面に播種したMSCは神経細胞様の突起構造を現し（図5A），且つ初期の神経分化マーカーであるTUBB3の遺伝子発現が確認された（図5B）．界面をフィブロネクチンコーティングすると，神経突起の形成はより顕著になり，その上，成熟した神経分化マーカーであるMAP2の発現までもが観察されるようになった（図5C）．ここにROCK阻害剤であるY27632を加えて細胞の牽引力を弱めるとMAP2の発現が低下し，逆にTUBB3の発現が増大した（図5B,C）．すなわち神経細胞の成熟化には力学作用が不可欠なことを意味している．ハイドロゲルの上で培養した場合は，軟らかいゲルの上でMSCは神経細胞に導かれる1)．このことを加味すれば，ゲルなどよりはるかに軟らかい液体界面の上で神経細胞に分化するのは当然のように思えるが，その後の解析で事はそんなに単純ではないことが見えてきた．第一に，比較検討した3種類のパーフルオロカーボンの上に形成されるタンパク質ナノ薄膜の弾性率を比べると，PFOのみが特段に低い値を示すわけではない（図5D）．次に，PFO界面に接着したMSCは伸展形状を取っており，内部には楕円型に伸長した接着斑や，そこを起点としたF-actinのストレスファイバーが形成されていた（図5E,F）．さらにメカノトランスデューサーのYAPは核内移行していた．軟らかいハイドロゲル上で培養したMSCが神経分化する場合は，これらはすべて反対のことが起こるはずで，ここからMSCが液体の軟らかさを感じて神経分化をしている訳ではないと考えるに至ったのである． では一体全体，液々界面では何が起こっているのか？その答えはMSCとの相互作用によって引き起こるタンパク質薄膜側の変化にあった．免疫染色法でMSC播種後の液々界面のフィブロネクチンの様子を観察したところ，数時間後に，細胞の辺縁部付近に皺のような構造体が見られるようになった（図5G）．一方で，ガラス基板をフィブロネクチンコーティングした場合には，辺縁部のフィブロネクチンは枯渇し，中央付近に手繰り寄せられたような構造が観察された．フィブロネクチンは牽引力によって構造変化して，隠れていた分子間相互作用部位（Cryptic binding site）を露出させて，自己集積化することが知られている20)．両者のフィブリル構造の分布違いは，しなやかな液々界面が細胞の牽引力に追随して変形することにより局所でのフィブリル化が進むのに対し，硬いガラス表面ではアクチンレトログレードフローによって細胞の中央部の方に集積して行くのであろう．そこで，フィブロネクチンの線維化を抑える薬剤（FUDペプチド）を添加すると，液々界面に接着したMSCの接着斑の伸張が弱まり，この線維化が重要な役割を担っていることが示唆された．以上の結果は，しなやかな液々界面が提供する特殊な場が，タンパク質ナノ薄膜とMSCとの間の双方向の力学的対話を可能としており，そのアダプティブな性質こそが分化誘導因子を加えず，増殖培地中で神経分化誘導を引き起こす要因であることが明らかになった．この結果を受けて，液々界面に吸着させるタンパク質をフィブロネクチンから，加熱刺激などによって線維化（ナノフィブリル化／アミロイド状線維形成）する性質のあるリゾチームに置き換える実験を行った21)．すると，予想していたとおりにリゾチームナノ線維をコートした液々界面で培養したMSCにおいて，成熟神経マーカーのMAP2の発現の増大が確認できた．この界面へのMSCの接着には脂質ラフトが関与しており，そこを介してFAKのリン酸化が起こり，神経細胞の成熟化が誘導されるというシグナル伝達の流れが明らかになった． 4．まとめ以上，我々が開発した液体系の力を散逸する材料と細胞との対話に関する最近の研究を紹介した．自らの思考過程なども思い出しながら記事をまとめたこともあり，まだまだやり残していることが多いことに改めて気付かされる．例えば前半の話については，粘弾性材料自体の流動の兼ね合いや細胞自体の力学特性などの関与など，気になる現象を見出しているが，その問題にはまだ掘り下げることができていない．また，液々界面の研究についても，界面の力学特性によって幹細胞の分化が制御できるのかという当初の作業仮説から脱線して，途中から液体界面でおこる現象を探究する方向に舵が切られている．さらに，界面が固体的でバルクが液体というトレードオフな関係を持つ足場は冒頭に述べた液体を利用することの技術的な利点に好適であるが，その際に，界面およびバルクの力学特性（粘弾性）がどの程度寄与するかなど，まだまだ調べなくてはいけない（知りたい）ことが多くある．反省しきりであるが，その分，この研究に科学・工学的な奥深さがあるものとも言えるであろう．こういった科学的に未解明な点や，液体の特徴を利用した応用展開なども現在鋭意研究を進めているところで，これらの成果についてもまた別の機会に紹介できれば幸いである．5．謝辞本稿で最初に紹介したポリカプロラクトン粘弾性材料に関する研究については当時ポスドクだったAlice（現 台湾工業技術研究院）および宇都甲一郎博士（NIMS）との共同研究の成果であり，またパーフルオロカーボン液体材料については同じく当時ポスドクだったXiaofang Jia博士（現 中国中山大学）と有賀博士（NIMS）との共同研究によって行われたものであり，研究の支援を受けた科研費（20K20645, 22H00596）にも合わせて感謝申し上げる．6．文献1) Engler AJ, Sen S, Sweeney HL and Discher DE: Matrix Elasticity Directs Stem Cell Lineage Specification. Cell, 2006, 126: 677-689.2) Nakanishi J and Uto K: Material-based Mechanobiology, Royal Society of Chemistry, Cambridge, UK, 2022.3) Chaudhuri O, Cooper-White J, Janmey PA, Mooney DJ and Shenoy VB: Effects of extracellular matrix viscoelasticity on cellular behaviour. Nature, 2020, 584: 535-546.4) Cameron AR, Frith JE and Cooper-White JJ: The influence of substrate creep on mesenchymal stem cell behaviour and phenotype. Biomaterials, 2011, 32: 5979-5993.5) Cameron AR, Frith JE, Gomez GA, Yap AS and Cooper-White JJ: The effect of time-dependent deformation of viscoelastic hydrogels on myogenic induction and Rac1 activity in mesenchymal stem cells. Biomaterials, 2014, 35: 1857-1868.6) Chaudhuri O, Gu L, Darnell M, Klumpers D, Bencherif SA et al.: Substrate stress relaxation regulates cell spreading. Nat. Commun., 2015, 6: 7365.7) Gong Z, Szczesny SE, Caliari SR, Charrier EE, Chaudhuri O et al.: Matching material and cellular timescales maximizes cell spreading on viscoelastic substrates. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2018, 115: E2686-E2695.8) Tan TZ, Miow QH, Miki Y, Noda T, Mori S et al.: Epithelial-mesenchymal transition spectrum quantification and its efficacy in deciphering survival and drug responses of cancer patients. EMBO Mol. Med., 2014, 6: 1279-1293.9) Scott LE, Weinberg SH and Lemmon CA: Mechanochemical Signaling of the Extracellular Matrix in Epithelial-Mesenchymal Transition. Front. Cell Dev. Biol., 2019, 7: 135.10) Marlar S, Abdellatef SA and Nakanishi J: Reduced adhesive ligand density in engineered extracellular matrices induces an epithelial-mesenchymal-like transition. Acta Biomater., 2016, 39: 106-113.11) Abdellatef SA and Nakanishi J: Photoactivatable substrates for systematic study of the impact of an extracellular matrix ligand on appearance of leader cells in collective cell migration. Biomaterials, 2018, 169: 72-84.12) Chang AC, Uto K, Homma K and Nakanishi J: Viscoelastically tunable substrates elucidate the interface-relaxation-dependent adhesion and assembly behaviors of epithelial cells. Biomaterials, 2021, 274: 120861.13) Chang AC, Uto K, Abdellatef SA and Nakanishi J: Precise Tuning and Characterization of Viscoelastic Interfaces for the Study of Early Epithelial-Mesenchymal Transition Behaviors. Langmuir, 2022, 38: 5307-5314.14) Rosales AM and Anseth KS: The design of reversible hydrogels to capture extracellular matrix dynamics. Nat. Rev. Mater., 2016, 1: 15012.15) Bergfreund J, Bertsch P and Fischer P: Effect of the hydrophobic phase on interfacial phenomena of surfactants, proteins, and particles at fluid interfaces. Current Opinion in Colloid & Interface Science, 2021, 56: 101509.16) Rosenberg MD, in Cellular Control Mechanisms and Cancer, eds. P. Emmelot and O. Mohbock, Elsevier, Amsterdam, 1964, pp. 146-164.17) Jia X, Minami K, Uto K, Chang AC, Hill JP et al.: Modulation of Mesenchymal Stem Cells Mechanosensing at Fluid Interfaces by Tailored Self-Assembled Protein Monolayers. Small, 2019, 15: 1804640.18) Jia X, Minami K, Uto K, Chang AC, Hill JP et al.: Adaptive Liquid Interfacially Assembled Protein Nanosheets for Guiding Mesenchymal Stem Cell Fate. Adv. Mater., 2020, 32: 1905942.19) Minami K, Mori T, Nakanishi W, Shigi N, Nakanishi J et al.: Suppression of Myogenic Differentiation of Mammalian Cells Caused by Fluidity of a Liquid–Liquid Interface. ACS Appl. Mater. Interf., 2017, 9: 30553-30560.20) Vogel V: Unraveling the Mechanobiology of Extracellular Matrix. Annu. Rev. Physiol., 2018, 80: 353-387.21) Jia X, Song J, Lv W, Hill JP, Nakanishi J et al.: Adaptive liquid interfaces induce neuronal differentiation of mesenchymal stem cells through lipid raft assembly. Nat. Commun., 2022, 13: 3110.図１　粘弾性的性質を有する生体組織．（A）各種生体組織などの貯蔵弾性率・損失弾性率の関係．（B,C）弾性体と粘弾性体の違い．（B）弾性体および（C）粘弾性体のひずみに対する応力の時間変化．図２　高分子液体P(CL-co-DLLA)に基づく粘弾性足場．（A）ベンゾフェノンの光反応を介した高分子架橋反応．（B）光照射による流動性の消失の様子．（C）分子量と光架橋時間の調節による粘性（緩和時間）と弾性（ヤング率）の独立制御．(i)-(ix)はそれぞれ異なる高分子量・光照射時間の組み合わせの材料の粘弾性測定の結果を示す．桃・緑の領域は粘性一定で弾性可変，橙の領域は弾性一定で粘性可変の解析が可能になる．（D,E）（C）で示した領域の条件におけるMDCK細胞の伸展面積の変化．（F,G）当該基材で粘性・弾性がともに（F）低い条件，および（G）高い条件でのMDCK細胞の接着形態．文献12)より引用改変．図３　緩和時間の異なる足場におけるMDCK細胞の移動・集積化挙動．（A-C）(i)-(iii)条件の基材上での細胞接着の様子．（D）一細胞の移動速度．（E）さまざまな粘弾性条件における一細胞の移動挙動および細胞集積化の様子．（F）緩和時間を変化させた際のE-cadherinとN-cadherinの発現変化．文献12)および13)より引用改変．図４　液々界面培養系での間葉系幹細胞（MSC）培養．（A）パーフルオロカーボン（PFC）-水界面に形成されるタンパク吸着層への細胞接着．（B,C）AFMによるタンパク吸着層の（B）形状解析と（C）力学特性の評価．（D,E）液々界面に接着したMSCの（D）免疫染色（赤：アクチン，緑：ビンキュリン，青：核）と（E）YAPの核内移行評価．PFC相としてPFDとPFDBAを用いた結果を示す．文献17)より引用改変．図５　液々界面でのMSCの神経分化．(A)PFO上で2週間培養したMSCの形状像．（B,C）定量PCRによる神経マーカー（B: TUBB3，C: MAP2）の発現解析．（D）AFMで求めた各種PFC界面に形成されたタンパク吸着層の力学特性．（E,F）PFO界面に接着したMSCの内の（E）ビンキュリンと（F）アクチンの分布．（G）PFO界面に播種4時間後のMSC辺縁部におけるフィブロネクチンの線維状構造の形成．（E-G）は免疫染色の結果を示す．文献18)より引用改変．image5.tifimage1.TIFimage2.tifimage3.tifimage4.tif